我们使用基于羟基磷灰石（HAP）的协议和次要修改51（有关详细信息，请参见补充注释1）。简而言之，我们培养了包括人类胚胎干细胞H1-HESC（Wicell），GM12878（Coriell Institute）和ES-E14TG2A（爱丁堡大学Ian Chambers的礼物），并收集了约1亿个细胞。接下来，我们用0.3％NP-40缓冲液纯化了细胞核，并在蛋白酶抑制剂鸡尾酒和其他脱乙酰基化和去磷酸化抑制剂的情况下在37°C进行了10分钟的MNase消化。在冷房间中不溶性核碎片离心后，保存了可溶性单核体。将核小体样品与羟基磷灰石浆液一起孵育10分钟，然后通过用中间盐缓冲液重复洗涤去除未结合的蛋白质。最后，将核小体用羟基磷灰石浆液中的磷酸盐缓冲液洗脱。通过通过苯酚 - 氯仿提取并运行2％琼脂糖凝胶从核小体中提取DNA来检查洗脱部分。HAP洗脱含有单核体，裸DNA和寡核小体。我们使用基于Mini Pread细胞（Biorad）基于凝胶的尺寸选择纯化的单核体大小选择。通过运行2％琼脂糖凝胶和20％SDS -PAGE凝胶检查最终单核小体样品的质量。纯化的单核小体在冷凝反应前不到一周，在冰上储存不到一周，或在液氮中冷冻，含20％甘油，以在-80°C下长期存储。经常对本研究中使用的所有细胞系进行支原体污染，并在整个研究期间确认为阴性。

　　使用Amicon Ultra 10-kDa滤光片（Milliporesigma）将纯化的天然单核体样品广泛透析通过多个缓冲液交换将10 mM Tris pH 7.5缓冲液透析。在每个冷凝反应中，核小体或DNA的最终浓度作为DNA重量为50 ng µl -1，将BSA添加到最终的0.2 mg ML -1中，以稳定核小体核心粒子。冷凝缓冲液条件为10 mM Tris pH 7.5，取决于冷凝剂（精子的50 mm NaCl，PEG为250 mM NaCl）（分子量，8 kDa））。我们准备了8-16个样品，这些样品同时同时使用不同浓度的冷凝剂。将它们在室温下孵育10分钟，并以16,000克离心10分钟，并保存上清液。使用纳米体紫外光谱仪测量可溶性核体浓度，并通过运行2％琼脂糖凝胶检查核小体样品的完整性（补充图1）。将上清液中的其余核小体保存用于高通量测序。

　　使用苯酚 - 氯仿提取，从核小体中提取基因组DNA，该核小体是输入对照样品或从核小体凝结测定中保存的上清液。然后使用Amicon Ultra 10-kDa滤光片（Milliporesigma）用蒸馏水洗涤提取的DNA样品几次。使用NEBNEXT ULTRA II DNA文库制备试剂盒（NEB），将DNA绑定并进行索引，以进行Illumina下一代测序（NGS）。最终的索引PCR在5-7个周期中进行。我们使用了HISEQ 2500或NOVASEQ 6000平台（Illumina）进行50 bp-50 bp配对的测序。在每个实验条件下，我们对多个滴定点上的样品进行了测序，以获取具有10 kb分辨率的数据，但深入测序了一些选定的滴定点，以在单核小体分辨率下实现了整个人类基因组的大约20倍覆盖率。在本文中，我们主要集中于溶液分数完全耗尽的滴定点，在其中，我们可以观察到具有强选择能力的核小体凝结能力的最高对比度（例如，图1B和[HP1α]在图8A中的[Spermine] = 0.79 mm = 0.79 mm，[HP1α] = 6.25 µm。

　　补充表1-11中显示了这项工作中使用的所有基因组参考和表观遗传数据，包括DNA甲基化，组蛋白芯片seq和Hi-C。

　　首先，我们沿着基因组获得了覆盖范围，用于输入控制和使用Bowtie2 Software在HG38人类基因组组装上对齐后的每个滴定的上清液样品。根据输入控制数据的覆盖范围，通过调用峰或找到覆盖范围的局部最大值来定位每个单核体的位置。从随机选择一个峰开始，该算法在两个方向上搜索了所有峰，不允许在147 bp峰窗口之间重叠40 bp。对于每个核小体峰，为对照和上清液样品计算了窗户中的覆盖面（我们选择了171 bp作为窗口尺寸）。将上清液与输入读取覆盖面积的比率与核小体凝结测定过程中的紫外线 - VIS光谱仪测量的滴定曲线结合在一起，以估计缩合后上清液中核小体的存活概率。然后，该生存概率的负自然对数被用作每个单核体峰的凝结度度​​量。对于用于绘制metagene曲线的更精细的常规采样，将基因组纳入171 bp的窗口，并具有25 bp滑动步骤，以计算覆盖面积和降低性得分。对于更大的规模，我们将基因组纳入了1 kb或10 kb，并计算到每个垃圾箱上的读数，以计算降低性得分，作为上清液与输入读数计数比率的负自然对数或从滴定数据中推断出的估计的生存概率。为了避免进行零值的日志，我们在凝结性计算过程中为每个输入和上清液读数添加了一个伪计数。

　　通过使用多种精子浓度的核小体的存活概率计算冷凝点C1/2。对于每个10 kb基因组箱，我们估计了不同精子浓度的缩合后输入和上清液中的核小体计数。我们获得了精子浓度的数据点与核小体的可溶性分数，并为它们拟合了逻辑功能。然后，当可溶性部分是输入的一半时，我们将C1/2定义为精子浓度。

　　我们将Z分数用作遗传和表观遗传特征的富集度量。例如，我们计算了每个单核体中CpG二核苷酸的数量，并通过减去所有核小体中的平均值并将其除以标准偏差来对其分布进行标准化。因此，将每个单核体分配给CpG二核苷酸的z得分是将CPG与标准偏差单位平均值进行比较的富集或耗尽的度量。对于分数分析的分区或分组数据集，我们将每个分区的平均z分数用作富集度量。

　　为了最大程度地减少核小体凝结的遗传和表观遗传特征之间的混杂作用，将数据分为一个具有不同测试变量的亚组，但所有其他变量都是恒定的。例如，为了评估AT内容是否与浓缩性相关，将数据分为具有相同遗传和表观遗传特征（例如H3K4ME3和CPG甲基化）的较小组，除了含量。在每个分层的亚组中，我们检查了在内容和凝结性之间的相关性。然后，我们将内容和凝结性之间的条件相关性定义为分层亚组的所有相关的加权平均值，并根据每个亚组的数据大小加权。实际上，当特征集具有高维度时，很难为每个分层亚组获得足够的数据。在这种情况下，我们将每个遗传性遗传特征离散为特定数字。所有组蛋白芯片seq分数分别为10个数字，而其他分数分为100个数字。

　　使用Scikit-Learn NMF Python软件包将所有单核小体的所有单核小体的遗传性遗传特征线性分解为十个基础性质类别。将核小体聚集到每个属性类中，线性分解中最高的组分值。

　　首先，我们从1染色体1中随机选择了010万个核小组进行机器学习。对于此数据集，对向量回归器，增强梯度回归剂，随机孔回归器和多层感知回归器的脊回归器进行了培训和验证。所有机器学习训练和预测均使用Scikit-Learn Python软件包进行。所有分析详细信息均可在我们的GitHub存储库中（https://github.com/spark159/condense-seq）中获得并记录为ipython笔记本。

　　单核小体的可降低性得分，如在H1-HESC细胞系中使用0.79 mm的H1-HESC细胞系测量，被预测为在同一精子浓度下测得的每个PTM库成员核小体的可凝性得分的线性组合。对于每个PTM，单核小体上的chip-seq信号通过将核小体1染色体上核小体的平均chip-seq信号划分为标准化，从而使不同组蛋白修饰在相同的幅度上可以比较。三个测量值的平均值用作每个PTM的降低性得分。我们将分析限制在具有至少六种不同类型的PTM的单核小体中，以防止在这项研究中未分析的PTM的主要影响。线性模型的构建如下：

　　其中CMono表示单核体的预测可降低性，ChippTM表示归一化的芯片seq信号，而CPTM表示PTM-纤维核小体的凝结性。为了进一步分析，使用Chromhmm对单核小体进行了分层，并将每个染色质状态的预测性与其测量的对应物进行了比较（扩展数据图6D – F）。

　　单个人类组蛋白H2A，H2B，H3.1和H4购自组蛋白来源（科罗拉多州立大学），按照标准协议53进行了重组和纯化。然后，使用WIDOM 601 DNA或纯化的基因组DNA通过标准梯度盐 - 透析方案54重新构成核小体54。使用Mini Prep细胞（Bio-Rad）进一步纯化核小体，以消除裸DNA或其他副产品污染物。对于PTM-纤维凝结式实验，背景重构的核小体是由Widom 601 DNA制成的，其长度和序列的长度和序列与PTM库中相同，但具有不同的引物结合序列，因此不能与库成员一起扩增。对于从GM12878的基因组DNA的重建，在从HAP-硫化的单核体中，DNA酚 - 氯仿提取了DNA后，基因组核小体DNA仔细地以150 bp的尺寸纯化为150 bp的大小（Bio-Rad Mini Prep细胞）。每个DNA批次需要一个组蛋白八聚体滴定，因为八聚体的较小增量可以诱导单核小体产量的聚集和丢失。使用6％聚丙烯酰胺29：1天然页柱（Bio-Rad Mini Prep细胞）进一步纯化了重构的核小体。为了增加页面分离期间单核小体的稳定性，将0.02％的NP40添加到列，运行和洗脱缓冲液中。浓缩含有分数的核小体并在4°C下储存在冰上供立即使用。

　　我们表达并纯化了先前的协议6。简而言之，我们在大肠杆菌Rosetta（De3）菌株（Milliporesigma）的Escherichia Coli rosetta（De3）菌株中用HIS6亲和标签表达了HP1α。细胞裂解后，首先通过钴-NTA亲和力纯化纯化蛋白质。然后，他的标签被TEV蛋白酶裂解，该标签通过使用HITRAP Q HP列（GE Healthcare）通过阴离子交换纯化去除。使用SuperDex-75 16/60尺寸 - 排斥柱（GE Healthcare），通过尺寸选择进一步纯化HP1α。具有截短的SUV39H1复合物（HP1βTSUV39H1）的HP1β在先前的方案之后同样纯化。

　　如先前所述33。如天然单核小体所述，PTM文库的核小体凝结反应进行了类似的作用。但是，由于PTM图书馆样品的数量有限，我们仅将文库的样本数量升至重建的人核小体的99％（v/v），作为冷凝反应的背景。对于使用HP1α的凝结实验，在反应缓冲液（10 mM Tris-HCl pH 7.5，100 mM NaCl，0.2 mg ML-1 BSA）中，使用50 ng µl-1的DNA或核小体（DNA重量）的最终浓度使用5％（V/V/V）PEG 8000 AS A Crowding Agent Agrandding代理。添加了各种量的HP1α以开始冷凝。

　　通过苯酚 - 氯仿提取纯化DNA样品，然后使用Amicon Ultra Filter（Milliporesigma）用蒸馏水进行几次洗涤。然后，使用PCR使用Phusion HF Master Mix（NEB）和PTM Library 33的自定义索引引物制备DNA库通过PCR进行Illumina NGS测序。在扩增过程中，背景核小体DNA没有扩增，因为它具有不同的引物结合序列。我们使用Miseq（Illumina）根据以前的协议33进行定制引物来对库进行测序。

　　PTM库通过使用自定义Python脚本和Bowtie2 Aligner52根据DNA Hexamer条形码进行了脱封。然后，我们使用有关总可溶性馏分的信息近似核小体计数，该总数是通过紫外线 - VIS光谱仪测量的，并且库中个体成员的比例是通过Illumina测序测量的。最后，我们计算了库中每个成员的生存概率，这是凝结超过输入控制后溶液中其余核小体的数量。生存概率的负数用于凝度度量。对于PTM库，在许多滴定点上平均的浓缩性被用作进一步分析的凝结性得分。

　　使用OpenMM Software55进行了染色质的粗粒分子动力学模拟。染色质被建模为链串联聚合物，每个珠子代表25 kb的基因组段。定义了键的键，排除体积，球形限制和序列依赖性接触的能量项。使用凝结seq实验中的读数对序列依赖性接触能进行参数化。从这些模拟轨迹中计算了接触概率矩阵，并将其与实验性HI-C接触图进行了比较。完整的模拟详细信息在补充注释2中提供。

　　在CD4启动子和Rosa26Eyfp的控制下表达CRE重组酶（CD4CRE）的野生型C57BL/6小鼠和Rosa26Eyfp的小鼠购自杰克逊实验室，然后从KOMP存储库中购买了ODCFLOX/Flox小鼠。对于涉及表观遗传标记的实验，使用ODCFLOX/FLOX或ODC+/+ ROSA26EYFP小鼠的脾脏在体外分离和传递T细胞。根据约翰·霍普金斯大学动物护理和使用委员会批准的规程，根据《动物的护理和使用指南》，所有小鼠均在没有病原体的特定条件下饲养和维护。用于所有实验的小鼠都是同窝窝，并且与年龄相匹配（使用了男性和雌性小鼠）。所有菌株的小鼠通常为8-12周龄。根据制造商的方案，使用负偏选择CD8 T细胞试剂盒（Mojosort小鼠CD8 T细胞分离试剂盒）从8–12周大的小鼠脾脏中分离出幼稚的CD8+ T细胞。使用板块结合的抗CD3（5μgml-1）和可溶性抗CD28（0.5μgml-1）在T细胞培养基（1640 Roswell Park Memorial Institute培养基中具有10％致命的CALF血清，4 mm- glutamine，1％penstrycincin含量）中激活分离的T细胞（每毫升1×106）和可溶性抗CD28（0.5μgml-1）激活分离的T细胞（每毫升1×106）。补充100 U ML-1 RHIL-2（peprotech）的β-苯二醇）。在激活后，在37°C的37°C培养细胞和大气中的氧气中24小时培养细胞。48小时后，将T细胞从抗CD3和抗CD28中去除，并在37°C下以每毫升1×106的密度为1×106，持续7天，每24小时改变培养基和新鲜RHIL-2。为了抑制ODC，将细胞与2.5 mM DFMO在培养物的第6天孵育24小时。ODC - / - ，野生型和DFMO处理的细胞在第7天收集染色质分离和测序。

　　使用LipoFectamine 3000（Thermo Fisher Scientific）转染HEK293T细胞，并使用慢病毒包装载体PCAG-ECO和PSPAX.2加上表达CRE的载体PLV-EF1-CRE-PGK-PGK-pGK-PURO（全部从AddGene获得）。从细胞的上清液中收集产生的慢病毒。从ODC+/+ ROSA26EYFP小鼠或ODCFLOX/FLOX ROSA26EYFP中分离出的CD8+ Naive T淋巴细胞在使用聚甲氧烯（8 mg mL-1）的情况下通过离心（8mg mL-1）在用抗CD3（5μgml-gM1），溶液Antble的静脉Aant-i-CD28（8mg mL-1）的情况下通过离心转导。100 u ml-1 rhil-2。6小时后去除该病毒，并再次添加含有抗CD28+ IL-2的新鲜培养基。两天后，通过流式细胞仪选择转导的细胞，并通过在CD8+活细胞种群中通过YFP（CRE+细胞）表达进行分选，并在100 U ML-1 RHIL-2存在下培养两天。

　　固定了来自ODC+/+和ODCFLOX/FLOX的转导的CD8+ YFP+排序的T细胞，并染色以进行细胞内免疫染色。使用流式细胞仪对组蛋白甲基化和乙酰化标记的测量进行了富集进行，用于对ODC+/+和ODCFlox/Flox（分别为野生型和KO）小鼠的CD8+ EYFP+ T细胞进行排序的CD8+ EYFP+ T细胞，并使用室温下的30分钟固定在60分钟（多克隆，来自ABCAM），H3K4ME3（克隆C42D8），H3K27AC（克隆D5E4），H3K27ME3（克隆C36B11），H3K9AC（克隆C5B11）和兔单网基抗体IgG igG igG igG igg igGig igGig ig gg ig ig igG igg ig grignation（da）驴抗兔IgG（H+L）在室温下高度交叉吸附的二级抗体，Alexa Fluor Plus 647（Thermo）。基于活细胞门中的FXCycle染色（Thermo Fisher），将细胞用“单” DNA含量在二倍体细胞上门控。

　　对于质谱测量，从GM12878细胞系纯化天然单核小体，并类似地使用精子（250 ng µl-1核小组，0.079 mm的精子在室温下在10 mm Tris-HCl 7.5的pH 7.5 pH）中同样进行核小体凝结测定法。使用Amicon Ultra Ultra Filter（10-KDA切割）将输入/可溶性/沉淀核小体样品在10 mM Tris-HCl pH 7.5缓冲液中洗涤几次，以去除精子并在70°C下保持20分钟20分钟，以使DNA与组蛋白分离。在质谱过程的脱盐步骤中进一步去除游离DNA。使用丙酸酐56衍生了约20 µg纯化的组蛋白，然后用1 µg胰蛋白酶进行自下而上的质谱法消化。然后将脱盐的肽分离在热科学的赞誉Pepmap 100 C18 HPLC柱（250毫米长，0.075毫米内直径，内部直径为0.075毫米，相反的相位，3 µm粒径，粒度为3 µm），使用HPLC梯度在vanquish neo uhplc系统（Thermo Scientific）上使用HPLC梯度遵循HPLC渐变，以下是2％= 35％x 55％x 55％b.35 tofent a a。B = 95％MECN，0.1％甲酸）在50分钟内，在10分钟内以300 nl min -1的流速在10分钟内B = 99％的溶剂B。如前所述56，将约5 µL的1 µg µl-1样品注射到Qececactive-Orbitrap质谱仪（Thermo Scientific）中，并进行数据无关的采集。简而言之，在Orbitrap中以70,000分辨率为70,000的Orbitrap中获得了全扫描的质谱法（M/Z 295–1,100），AGC目标为1×106。使用24 M/Z的agc Ins tandem质谱在ION TRAP中以24 m/z的AGC靶标为2×105的AGC collimation 2×105 collision and ciD collosion and ciD collosion and ciD collision and ciD collimation and ciD coll coldiment and ciD corn taim trap模式。使用内部软件Epiprofile57分析原始数据。使用前体和片段提取的离子确定肽的色谱曲线和同等形式。数据作为肽相对比（百分比）输出 特定肽形式的提取离子色谱图下的总面积的总面积，以属于具有相同氨基酸序列的同一肽的未修饰和修饰形式的总和。可溶性/沉淀分数中肽相对比的Log2转换倍数变化与输入相比，将输入计算为富集度量。使用未修饰的肽作为参考，计算并将PTM修饰肽与未修饰的肽之间的折叠变化差计算为热图。

　　我们遵循发布的芯片协议58，其修改最少。通过将50 µL蛋白A珠子珠（Thermo Fisher）添加到2 ml管中，用1 ml的阻塞缓冲液（PBS中的0.5％BSA）添加50 µL蛋白A珠（Thermo Fisher），并在100 µL每CHIP反应中重悬于100 µl的阻止缓冲液中，将抗体偶联的珠子制备。然后将抗体添加到珠（4 µL H3K27AC抗体（Novus AB4729）和4 µL H3K27me3（Novus AB192985）加2 µg尖峰抗体（ActiveMotif）），每个反应中的混合物与1-3小时旋转一起启动。将交联的细胞沉淀重悬于4 ml裂解缓冲液LB1中（50 mM HEPES，140 mM NaCl，1 mM EDTA，10％甘油，0.5％IGEPAL CA-630，0.25％Triton X-100，pH调节至7.5，1×蛋白酶抑制剂的pH调节为1×protease provice contecation lb。然后以2,000g的旋转在4°C下向下旋转3分钟。将上清液丢弃，并将颗粒重悬于4 mL LB2中（10 mM Tris-HCl pH 8，200 mm NaCl，1 mM EDTA，0.5 mM EGTA，pH 8.0，1×1×蛋白酶抑制剂），并在4°C下在4°C下孵育5分钟，然后使用相同的旋转（同一）（同一）（同一设置）。除去上清液，然后将细胞重悬于1.5 mL LB3（10 mM Tris-HCl pH 8，100 mm NaCl，1 mm EDTA，0.5 mM EGTA，0.1％Na-deoxycylate，0.5％N-Lauroylsarcosine，0.5％N-Lauroylsarcosine，pH 8.0，1×pratease Indriby in thumby in driby in dribys in driby in dribys in driby in driby in driby and Redd and and and and to。使用Fisher 150E Sonic Disonmbrator进行以下设置进行超声处理：50％振幅，30 s开，30 s左右，持续12分钟。超声的样品在20,000g和4°C下向下旋转10分钟，然后将上清液转移到5 mL管中。然后，将每25 µg的片状染色质（ActiveMotif）每25 µg的片状染色质（ActiveMotif）添加1.5 mL LB3（无蛋白酶抑制剂），300 µL 10％Triton X-100和120 ng的果蝇尖峰（ActiveMotif）。整个溶液通过反转混合。含有抗体偶联珠的2-ml管放在磁架上， 用1 mL的阻塞缓冲液洗涤3次，并将每芯片反应重悬于50 µL的阻塞缓冲液中。然后，我们将50 µL的抗体偶联珠转移到每个芯片反应中，并在4°C下孵育过夜。ChIP samples were transferred to a 1.5 ml LoBind tube, placed on a magnetic stand and washed six times with 1 ml RIPA buffer (50 mM HEPES, 500 mM LiCl, 1 mM EDTA, 1% Igepal CA-630, 0.7% Na-deoxycholate, pH 7.5) and once with 1 ml TBE buffer (20 mM Tris-HCl pH 7.5, 150 mM NaCl).将上清液丢弃，并将珠子在50 µL洗脱缓冲液EB（50 mM Tris-HCl pH 8.0，10 mm EDTA，1％SDS）中洗脱，并在65°C下孵育过夜，以1,000 rpm的速度发抖。然后，我们在混合物中添加了40 µl TE缓冲液以稀释SDS，然后将2 µL的20 mg ML -1 rnasea（新英格兰Biolabs）（新英格兰Biolabs）稀释，并在37°C下孵育15分钟。然后，加入4 µl 20 mg ml -1蛋白酶K（新英格兰生物映射），并在55°C下孵育样品1小时。将基因组DNA纯化并在41 µl无核酸酶的水中洗脱。使用NEB NEB下一个Ultra II末端修复/DA-Tailing模块（新英格兰Biolabs），使用半体积制备了测序文库。使用单个索引引物用10（H3K27AC）或13（H3K27ME3）循环扩增库。然后汇总CHIP’ED DNA样品，用QPCR和QPCR（Biorad）定量，并使用成对的2×50 bp读数在NextSeq 1000 Illumina机器上测序。在使用BCL2FASTQ测序后对读取进行了反复的读数，并使用Bowtie2对齐MM10基因组。SAMTools63用于过滤大于或等于25的映射质量，删除单例读取，转换为BAM格式并删除潜在的PCR重复项和索引读数。

　　生物素化的CY3/CY5 20N20单核体（25 mM HEPES-KOH pH 7.6、5％甘油，0.017％NP-40、70 mM KCl，3.6 mM MGCL2和0.1 mg MgCl2和0.1 mg Mg MgCl2和0.1 mg ML-1 BSA）在表面官能函数式腔室中均孵育2分钟。将游离核小体用稀释缓冲液含有成像添加剂（氧气清除系统：0.8％w/v葡萄糖，2 mM Trolox，1 mg ML-1葡萄糖氧化酶（Sigma-Aldrich）和500 U ML-1 Catalase（Sigma-Aldrich））。在添加精子之前，记录了基础核小体荧光发射以控制密度和FRET信号。总共拍摄了10个短片（100毫秒的曝光时间），每张20帧（使用CY3激发使用10帧，使用CY5激发10帧）。将精子引入含有成像添加剂的稀释缓冲液中，并孵育10分钟。使用上面解释的设置拍摄了短片。从单分子的供体和受体荧光强度产生FRET直方图。核小体构建体和单分子成像条件的细节可在补充注释3中找到。

　　使用Amicon Ultra Ultra 10-kDa滤波器（Milliporesigma），将生物素化的CY3-H2A（K120C）20N0单核体透析通过三个缓冲液交换透析为10 mM Tris pH 7.5缓冲液。将核小体稀释至7.5 nm，并将BSA添加至0.2 mg ML -1的浓度。为了冷凝，将5 nm的单核小体与0.4 mM的精子混合在10 mM Tris pH 7.5和50 mM NaCl中。反应从光线覆盖，并在室温下孵育10分钟。在固定之前，将精子符合的核小体混合并立即在10 mM Tris pH 7.5、50 mM NaCl和0.4 mM的精子（下拉缓冲液）中稀释50次。稀释液流入中性素官能化的腔室，并与石英滑块朝下孵育10分钟。将腔室用下拉缓冲液洗涤，包括成像添加剂。使用CY3激发拍摄20帧的短片（曝光时间100毫秒）。调节激光强度以控制固定在单分子表面的大型冷凝水的强烈荧光信号。进行了对照实验，其中从冷凝反应和下拉缓冲液中除去了精子。将核小体稀释500倍以固定，仅观察到单个核小体斑点。核小体构建体和单分子成像条件的详细信息在补充注3和补充表中。

　　有关研究设计的更多信息可在与本文有关的自然投资组合报告摘要中获得。